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      動物模型誘導——DSS 誘導結腸炎模型

      更新時間:2025-12-12  |  點擊率:172


      炎癥性腸病 

      炎癥性腸病(Inflammatory bowel diseases,IBD)主要包括潰瘍性結腸炎(Ulcerative colitis,UC)和克羅恩病(Crohn’s disease,CD),是一種病因不明的復雜多因素疾病。在過去的研究里,為了從機制上研究人類IBD,已經開發了許多結腸炎的鼠模型。這些模型是解釋IBD發病機制以及評估許多潛在治療方法的重要工具。在各種化學誘導的結腸炎模型中,DSS誘導的結腸炎模型因其簡單且與人類潰瘍性結腸炎有許多相似之處而被廣泛使用[1]

      硫酸葡聚糖鈉鹽 

      硫酸葡聚糖鈉鹽(Dextran sulfate sodium salt,DSS)是葡聚糖的聚陰離子衍生物,由葡聚糖和氯磺-酸的酯化反應形成。DSS可快速誘導出與結腸炎相似的病理特征,包括腸道黏膜充血、水腫、潰瘍形成、炎癥細胞浸潤以及腹瀉、便血等癥狀。DSS可用于克羅恩病、潰瘍性結腸炎等炎癥性腸病在內的多種模型的構建。




      #Section.01

      DSS誘導動物結腸炎的造模原理

      DSS誘導結腸炎的作用過程涉及多個環節的協同作用,DSS誘導導致腸道屏障損傷、免疫炎癥激活、腸道菌群紊亂、抑制血液凝固和血小板聚集,從而在體內引起結腸炎。動物表現出明顯的體重減輕、稀便、便血以及粒細胞浸潤現象,在臨床癥狀和病理特征上與人類的潰瘍性結腸炎極其相似[2][3][4]

      圖1 DSS 誘發的結腸炎示意圖[5]




      #Section.02

      DSS誘導動物結腸炎的優勢

      01/ 癥狀與人類結腸炎高度相似


      可用于結腸炎發生機制和藥物治療藥效的研究。

      02/ 造模率高,易重復


      動物自由飲用DSS水溶液,實驗操作簡單易行、可重復性強,可控性高,造模效率高。

      03/ 可構建多種結腸炎模型


      DSS可用于急性結腸炎、慢性結腸炎,還可以聯合AOM構建結腸炎相關性癌癥(CAC)模型建立。

      04/ 適用于多種屬動物造模


      小鼠、大鼠、斑馬魚、豬、果蠅等不同種屬動物。

      05/ 藥物安全性高


      DSS可被自然生態系統降解,對環境安全。




      #Section.03

      DSS用于動物結腸炎造模的注意事項

      01/ DSS分子量與濃度選擇要點


      (1)分子量

      更佳范圍:36,000-50,000 Da,平衡黏膜滲透性與局部作用效果。

      避免選擇:

      低分子量(如4,000 Da)— 易被腸道吸收,炎癥誘導不充分;

      高分子量(如500,000 Da)— 黏膜穿透性差,效果不穩定[6]

      試劑推薦:硫酸葡聚糖鈉鹽(結腸炎造模用DSS)。


      (2)濃度設計

      急性模型:2%-5% DSS,持續5-7天(小鼠)或7-10天(大鼠)。

      慢性模型:1%-3% DSS,采用循環給藥(如7天DSS+14天水,重復2-3周期)[7]

      特殊物種:斑馬魚需低濃度(如0.25%),避免高毒性[8]


      02/ 實驗動物品系選擇特點


      物種

      推薦品系

      特點

      適用模型

      小鼠

      C57BL/6N

      高敏感性

      急性模型優選

      急性/慢性潰瘍性結腸炎

      BALB/c

      中度敏感

      慢性模型更穩定

      慢性炎癥研究

      大鼠

      Wistar

      反應穩定

      適合急性模型

      急性結腸炎

      SD

      (Sprague-Dawley)

      體型大 便于采樣

      適合長期實驗

      需要長期觀察或多次采樣的實驗

      斑馬魚

      幼魚(如AB系)

      需調整濃度

      (0.1%-0.5%)
      短周期(24-72h)

      腸道屏障功能研究

      注意事項:

      (1)使用6-8周免疫系統成熟動物。

      (2)雌雄分籠(性別可能影響炎癥反應,雄鼠可能比雌鼠更敏感)。


      03/ 造模評估關鍵指標


      (1)臨床指標

      體重變化:每日記錄,體重下降率是造模成功與否的重要指標,通常急性結腸炎模型下降10%-20%。

      疾病活動指數(DAI):綜合體重、便血、腹瀉評分。

      (2)病理學檢查

      HE染色:評估黏膜潰瘍、隱窩結構、炎癥細胞浸潤。

      結腸長度:結腸縮短程度與炎癥嚴重性正相關。

      (3)指標檢測

      炎癥因子:qPCR/ELISA檢測TNF-α、IL-6、IL-1β。

      腸道通透性:FITC-葡聚糖灌胃后測血清熒光值。

      微生物組:16S rRNA測序分析菌群失調。




      #Section.04

      常見問題與解決方案

      01/ 小鼠自由飲三天沒有明顯體重下降現象?


      有些動物的敏感度低,甚至飲用 DSS的第 5 天才出現體重下降。若是第 7 天還未出現明顯癥狀,建議重新提高DSS濃度。

      02/ 造模死亡率過高?


      降低DSS濃度(如5%→3%),或縮短給藥時間。可以適當添加支持措施(如軟飼料、生理鹽水補液)。

      03/ 造模失敗的原因?


      檢查DSS溶解是否充分(需磁力攪拌避光溶解)。確認動物自由飲水(水瓶無泄漏,每日更換新鮮DSS溶液)。提高DSS濃度。延長給藥周期,可持續給藥7-10天。

      04/ 為什么不同批次DSS使用濃度有差異?


      DSS是葡聚糖聚合物,分子量是平均分子量,每個批次之間會存在分子量的差異,而分子量對結腸炎造模有影響。通常批次間比較穩定,但少部分也會存在差異。建議根據實驗需求,購買足夠的同一批次的產品,或者使用批次之前進行預實驗。

      05/ 個體差異大的原因?


      盡量使用相同性別、大小、體重的小鼠(建議以6-8周,體重18g以上的小鼠為建模對象),保證每籠小鼠數量在3-5只,避免過多,確保每瓶DSS飲用水足量,且不可阻塞。




      #Section.05

      文獻實驗驗證

      01/ 實驗方案


      實驗組別:通過口服葡聚糖硫酸鈉(DSS)(Solarbio Life Sciences,北京,中國)在SD大鼠中誘導結腸炎[9]

      結腸炎模型:通過在飲用水中給予5% DSS 10天在大鼠中誘導結腸炎。

      02/ 實驗結果



       圖2 CM-AcMSC能有效減輕DSS誘導的結腸炎模型大鼠的體重減輕和DAI,n=15。

      (A)每天測量體重。(B)在發病過程中測定DAI。


      圖3 CM-AcMSC顯著改善DSS誘導的結腸炎模型大鼠的結腸組織病理學特征,n=15。

      (A)大鼠結腸的宏觀方面,結腸組織的石蠟切片分別用蘇木精和伊紅(H&E)染色,結腸組織的石蠟切片用高碘酸-希夫(PAS)染色。

      (B)測量每組結腸的長度。

      (C)根據評分標準參數評價組織學損傷評分。


      相關產品

      • 硫酸葡聚糖鈉鹽(結腸炎造模用DSS)

      • CAT:ID8900

      • 描述:

        硫酸葡聚糖鈉鹽(Dextran sulfate,DSS)是葡聚糖的聚陰離子衍生物,由葡聚糖和氯磺-酸的酯化反應形成。

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      • CAT:ID6570

      • 描述:

        Dextran sulfate sodium salt 是一種脫水葡萄糖的聚合物,是常用的炎癥性腸病造模藥物,可通過硫酸基團引起的高負電荷破壞腸黏膜屏障完整性,從而導致腸屏障受損,巨噬細胞功能失調以及菌群紊亂等現象。




      參考文獻:

      [1] Katsandegwaza B, Horsnell W, Smith K. Inflammatory Bowel Disease: A Review of Pre-Clinical Murine Models of Human Disease. Int J Mol Sci. 2022 Aug 19;23(16):9344.

      [2] Cochran KE, Lamson NG, Whitehead KA. Expanding the utility of the dextran sulfate sodium (DSS) mouse model to induce a clinically relevant loss of intestinal barrier function. PeerJ. 2020 Mar 10;8:e8681.

      [3] Dong L, Xie J, Wang Y, Jiang H, Chen K, Li D, Wang J, Liu Y, He J, Zhou J, Zhang L, Lu X, Zou X, Wang XY, Wang Q, Chen Z, Zuo D. Mannose ameliorates experimental colitis by protecting intestinal barrier integrity. Nat Commun. 2022 Aug 16;13(1):4804.

      [4] Lee C, Kim S, Kim B, Holzapfel WH, Hyun CK.Disturbance of lipid metabolism in germ-free mice transplanted with gut microbiota of DSS-induced colitis mice. PLoS One. 2023 Feb 3;18(2):e0280850.

      [5] Chassaing B, Aitken JD, Malleshappa M, Vijay-Kumar M. Dextran sulfate sodium (DSS)-induced colitis in mice. Curr Protoc Immunol. 2014 Feb 4;104:15.25.1-15.25.14.

      [6] Kitajima S, Takuma S, Morimoto M. Histological analysis of murine colitis induced by dextran sulfate sodium of different molecular weights. Exp Anim. 2000 Jan;49(1):9-15.

      [7] Per?e M, Cerar A. Dextran sodium sulphate colitis mouse model: traps and tricks. J Biomed Biotechnol. 2012;2012:718617.

      [8] Yi R, Yang B, Zhu H, Sun Y, Wu H, Wang Z, LuY, He YW, Tian J. Quorum-Sensing Signal DSF Inhibits the Proliferation of Intestinal Pathogenic Bacteria and Alleviates Inflammatory Response to Suppress DSS-Induced Colitis in Zebrafish. Nutrients. 2024 May 22;16(11):1562.

      [9] Qi LL, Fan ZY, Mao HG, Wang JB. The Therapeutic Efficacy of Adipose Tissue-Derived Mesenchymal Stem Cell Conditioned Medium on Experimental Colitis Was Improved by the Serum From Colitis Rats. Front Bioeng Biotechnol. 2021 Sep 17;9:694908. 







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